Anales de Pediatría Continuada Anales de Pediatría Continuada
An Pediatr Contin. 2013;11:282-90 - Vol. 11 Núm.05

Pruebas de laboratorio en el diagnóstico de las inmunodeficiencias primarias

Jesús Ruíz Contreras a, Luis Ignacio González Granado a

a Unidad de Inmunodeficiencias. Servicio de Pediatría. Hospital Universitario 12 de Octubre. Madrid. España. jruizc.hdoc@salud.madrid.org; nachgonzalez@gmail.com

Artículo

Puntos clave

Muchas inmunodeficiencias primarias (IP) tienen manifestaciones en sangre periférica, fundamentalmente citopenias.

Es necesario prestar atención a la cifra de linfocitos en sangre, sobre todo en los lactantes.

Una cifra de linfocitos < 2.500-3.000/μl en lactantes menores de un año puede ser un signo de inmunodeficiencia combinada grave, incluso en ausencia de otras manifestaciones clínicas.

La citometría de flujo es el método más útil en el diagnóstico de las IP, por su facilidad de realización y rapidez.

El diagnóstico de IP debe estar centrado en el paciente, solicitando las pruebas de laboratorio, paso a paso, de acuerdo con los hallazgos de la historia personal, familiar y de la exploración física.

El escrutinio inicial de IP incluye, casi siempre, hemograma, bioquímica general, cuantificación de inmunoglobulinas y poblaciones de linfocitos T, B y NK.


Introducción

La sospecha de inmunodeficiencia primaria (IP) parte, casi siempre, de un niño o un adulto que presenta infecciones recurrentes, difíciles de tratar, o causadas por microorganismos oportunistas1-5 (tabla 1). Sin embargo, en algunas IP puede haber una infección única en toda la vida del sujeto6,7, manifestaciones autoinmunes8-13 u otros signos o síntomas1,5 más difíciles de relacionar con IP como: úlceras o aftas gigantes de mucosas; rasgos dismórficos faciales; alteraciones cutáneas o del pelo (albinismo, vitíligo, manchas hipercrómicas, petequias, telangiectasias, alopecia); eritrodermias y dermatitis14-20.

Tabla 1. Fenotipo clínico de las inmunodeficiencias primarias

En general, en cualquier infección que curse de manera inexplicable, con manifestaciones clínicas «raras» o acompañada de algunos de los signos anteriores, se debería descartar una IP.

Pruebas de laboratorio en el diagnóstico y la evolución de las inmunodeficiencias primarias

Las pruebas de laboratorio para el diagnóstico de las IP pueden dividirse en 4 grandes bloques o niveles: a) pruebas comunes de laboratorio; b) estudios de citometría de flujo (CF); c) pruebas funcionales de los linfocitos, y d) estudios genéticos y moleculares.

Pruebas comunes de laboratorio

Aunque el diagnóstico final depende muchas veces de estudios inmunológicos, genéticos y moleculares, lo cierto es que en un gran porcentaje de casos se puede hacer una aproximación diagnóstica inicial (la más importante para el pronóstico del niño que padece una IP) con pruebas de laboratorio consideradas «corrientes o habituales».

La sangre constituye la mejor ventana al sistema inmunitario y muchas IP tienen expresión en sangre periférica.

La linfopenia menor de 2.500-3.000 linfocitos/μl en un lactante menor de un año puede ser la primera alerta de una inmunodeficiencia combinada grave (ICG), incluso en ausencia de otras manifestaciones clínicas. Una cifra en este rango obliga a repetir el hemograma para descartar esta grave enfermedad21.

Las citopenias inmunes, afectando a una o más de las 3 series, son frecuentes en varias otras IP22-26. En la inmunodeficiencia variable común (IVC), las citopenias pueden presentarse varios años antes que otras manifestaciones clínicas de la enfermedad. También algunas IP celulares, como el síndrome de DiGeorge, y las deficiencias de adenosín deaminasa (ADA) o nucleótido fosforilasa pueden cursar con citopenias autoinmunes.

En el síndrome de Wiskott-Aldrich (WAS), hay trombocitopenia con plaquetas que tienen un volumen plaquetario disminuido14,15, lo que es diagnóstico de la enfermedad en un varón. De hecho, la trombocitopenia ligada al X puede ser la única manifestación de algunas mutaciones del gen (WAS)14-16. Más raramente, otras mutaciones asociadas a una ganancia de proteína dan lugar a la neutropenia crónica ligada al X14-16,27.

Por último, la cuantificación de inmunoglobulinas es una prueba sencilla y esencial para el diagnóstico de las inmunodeficiencias humorales.

Caracterización de las inmunodeficiencias primarias por citometría de flujo28-30

La citometría de flujo es la técnica más útil en el estudio de la mayoría de las IP, ya que permite evaluar las poblaciones y subpoblaciones celulares, así como identificar moléculas de la membrana y del citosol, e incluso valorar la función anormal de una proteína.

Como escrutinio de las IP, es útil realizar un inmunofenotipo de las poblaciones celulares de la sangre mediante la identificación de marcadores celulares de superficie mediante CF (tabla 2). Con ello se logra la presunción diagnóstica de la mayoría de IP de células T y células B, que posteriormente se confirma, mediante otros estudios (tabla 3).

Tabla 2. Poblaciones y subpoblaciones linfocitarias por citometría de fujo en el escrutinio de inmunodeficiencias primarias

Tabla 3. Diagnóstico de las inmunodeficiencias primarias por citometría de flujo

Inmunodeficiencias combinadas graves1-4

Inmunodeficiencia combinada grave ligada al X por déficit de cadena g común

Esta IP, la más frecuente de las formas de las ICG (50%), se produce por mutaciones en el gen que codifica la cadena común (γC o CD132), que forma parte de los receptores de las interleucinas (IL)-2, IL-4, IL-7, IL-9, IL-15 e IL-21. La IL- 7 es esencial para el desarrollo de los linfocitos T, mientras que la IL-15 lo es para el desarrollo de las células NK. Por tanto, los individuos con esta mutación carecen de ambos tipos celulares, pero sí tienen células B (fenotipo T-, B+, NK-). El diagnóstico definitivo se hace demostrando, por CF, la expresión anormal o ausente de la cadena γC (CD132). El estudio genético permite identificar la mutación causante de la enfermedad.

Inmunodeficiencia combinada grave autosómica por mutación de Jak-3

La enzima Janus cinasa 3 (Jak-3) es una tirosincinasa que se asocia a la porción citoplasmática de los receptores de varias IL (entre otras, IL-2, IL-4, IL-7, IL-9, IL-15 e IL-21) formando, por tanto, parte de la vía de activación celular. La mutación de Jak-3 da lugar a una ICG con idéntico fenotipo al de la ICG ligada al X (T-, B+, NK-), pero menos frecuente y con herencia autosómica recesiva.

Inmunodeficiencia combinada grave por mutaciones en el receptor de la interleucina 7 (IL-7Ra)

La unión de la IL-7 con su receptor es esencial para el desarrollo de los linfocitos T. La ausencia de este receptor da lugar a una inmunodeficiencia con fenotipo T-, B+, NK+.

Inmunodeficiencia T-, B-NK+ por mutaciones en los genes RAG1, RAG2, artemis y ligasa IV

Los productos de los genes anteriores intervienen en el mecanismo de recombinación (rearrangement) del ADN de la célula B y T, que genera la extraordinaria diversidad de inmunoglobulinas y receptores de la célula T (TCR), necesaria para enfrentarse a cualquier antígeno potencial.

La mutación en cualquiera de estos genes afecta a tanto al desarrollo de los linfocitos T como de los B, y da lugar a una ICG grave con fenotipo T-, B- y NK+. Las mutaciones en el complejo RAG1/RAG2 causan el 20% de ICG en Europa.

Inmunodeficiencia combinada grave por déficit de adenosín deaminasa

La deficiencia de ADA hace que se acumule un metabolito tóxico para los linfocitos, dando lugar a una profunda linfopenia (habitualmente menos de 500/μ). El fenotipo linfocitario de esta enfermedad es T-, B-, NK-.

Síndrome de Omenn

En algunos pacientes con mutaciones hipomórficas (que no causan la pérdida de función total de la proteína codificada) de Artemis, RAG1/RAG2 e IL-7R, IL-2R, ADA, ADN-ligasa 4 y RN-asa mitocondrial se produce una inmunodeficiencia con aumento de secreción de citocinas, que causan fenómenos autoinmunes e inflamación alérgica. El aumento de citocinas se debe a una expansión clonal de una población de células T, que están anormalmente activadas (como lo demuestra el aumento de su expresión de HLA DR+). Además tienen un repertorio contraído del TCR, que se puede demostrar por CF. Clínicamente, los pacientes presentan eritrodermia, hepatoesplenomegalia, diarrea e infecciones recurrentes. Hay eosinofilia en sangre periférica y aumento de IgE.

Síndrome de DiGeorge

El diagnóstico de las diferentes formas de síndrome de DiGeorge exige una valoración cuidadosa del fenotipo físico y la demostración de la deleción del 22q11.2. La CF ayuda a establecer la gravedad y el grado de inmunodeficiencia, determinando las subpoblaciones de los linfocitos T, así como función de los mismos mediante la respuesta proliferativas a mitógenos.

Otras inmunodeficiencias celulares

En la tabla 3, se exponen otras IP celulares que pueden diagnosticarse por CF.

Inmunodeficiencias humorales1-4,31,32

La CF es también primordial en el estudio de las IP humorales, ya que permite, de forma muy sencilla, hacer una primera aproximación diagnóstica al saber si el paciente tiene o no células B. Los marcadores que identifican las células B por CF son: a) el CD19 que es el marcador que identifica a todas las células B, en cualquiera de sus estadios evolutivos, excepto en el de célula plasmática; b) el CD20 que aparece después del anterior en la diferenciación del linfocito B; c) el CD21 que es un marcador de activación de los linfocitos B maduros, y d) los HLA-DR, expresados de forma constitutiva por los linfocitos B (los linfocitos T solo lo hacen cuando están activados).

Agammaglobulinemias congénitas

Abarcan tanto la forma ligada al X por déficit de la tirosina cinasa de Bruton (Btk), como las formas autosómicas. Todas ellas se caracterizan, además de por agammaglobulinemia (cifras de IgG, IgA e IgM por debajo de 2 desviaciones estándar [DE] de los valores normales) por poseer un fenotipo CD3+, CD19-, CD20-CD21- y HLA-DR-, es decir, una ausencia de células B (menos del 2% de los linfocitos). La mayoría de las agammaglobulinemias congénitas responde a la deficiencia de Btk, cuya ausencia de expresión puede demostrarse en plaquetas y monocitos por CF. La ausencia de esta proteína es sinónima de la enfermedad, pero su presencia no descarta el diagnóstico, ya que la proteína expresada puede ser funcionalmente anormal.

Síndromes de hiper-IgM o deficiencias en la recombinación para el cambio de isotipo

Tras el estímulo antigénico, la célula B en reposo, que expresa IgM e IgD en su superficie, sufre una expansión clonal con secreción de IgM. Posteriormente, se produce el cambio de isotipo o switching (se forman células plasmáticas que secretan IgG o IgA en lugar de IgM), maduración de la afinidad de los anticuerpos (por hipermutación somática) y producción de células de la memoria. Para que se produzcan estos eventos, es necesaria la unión del CD40L del linfocito T helper (TH) activado y el CD40 del linfocito B. Los pacientes en los que esta conexión fracasa, por mutaciones en el CD40 o en el CD40L, tienen una IgG e IgA bajas con IgM alta o normal, al no producirse el cambio de isotipo o switching. Otros defectos genéticos de la vía de activación del CD40-CD40L son el modulador esencial NF-kB, la uracil-ADN-glucosidasa, la activación inducida de la citidin deaminasa, IKBA y PMS2.

Además de las alteraciones de la inmunidad humoral, los defectos en el CD40L tienen también profundas alteraciones de la célula T e infecciones oportunistas.

El síndrome de Hiper-IgM más frecuente (aproximadamente el 75% de los casos) es la forma ligada al X por deficiencia del CD40L (síndrome HIGEX). En esta forma falta la expresión del CD40L (CD154) en los TH previamente activadas (no se expresa en las células en reposo) con ionóforos del calcio más forbol-miristol acetato (PMA). También por CF se determina el receptor CD40 en las células B (CD19 o CD 20).

Las células B de memoria vienen identificadas por la expresión de la molécula CD27 en su superficie. Por tanto, su fenotipo es CD19+, CD27+. Las células de memoria sin cambio de isotipo (non-switching) son CD19+, CD27+, IgM+ y IgD+ (expresan en su superficie las inmunoglobulinas IgM e IgD), mientras que la célula de memoria con cambio de isotipo (célula switch memory) tiene el fenotipo CD19+, CD27+, IgM- e IgD-. Estas células están disminuidas en el síndrome HIGEX (pero no en las formas autosómicas del síndrome), en algunos subgrupos de inmunodeficiencia variable común y de síndrome linfoproliferativo autoinmmune28.

Inmunodeficiencia variable común9,13,26,33,34

Esta IP se caracteriza por disminución significativa de los niveles de IgG (caída por debajo de 2DS) e IgA y/o IgM, con producción disminuida o ausente de anticuerpos, un número de células B circulantes (> 2%) y exclusión de otras causas de hipogammaglobulinemia.

Como en todas las hipogammaglobulinemias, el primer paso es determinar, por CF, las subpoblaciones linfocitarias T y B (tabla 2) para demostrar que no se trata de una agammaglobulinemia congénita.

La producción de anticuerpos específicos se mide determinando las isohemaglutininas u otros anticuerpos frente a antígenos a los que el individuo ha estado expuesto (vacunas tétanos, difteria, hepatitis B, hepatitis A, rubéola, sarampión) o vacunado al sujeto con distintas vacunas y demostrando el incremento de títulos de anticuerpos entre una muestra de suero prevacunal y posvacunal.

La CF permite también definir subgrupos de la IVC9,13,34. Los pacientes que tienen menos del 2% de células B de memoria con cambio de isotipo (CD19+, CD27+, IgM-, IgD -) tienen mayor riesgo de esplenomegalia, granulomatosis y niveles más bajos de inmunoglobulinas30. Otro subgrupo de IVC es el constituido por pacientes con expansión de una población de linfocitos B (caracterizada por una expresión baja de CD21 y de CD38, y un aumento de la expresión de CD19) conocida como CD21low. Un porcentaje de CD21low superior al 10% de los linfocitos B se asocia, más que ningún otro parámetro, a esplenomegalia y citopenias autoinmunes9,30.

También es posible identificar por CF los defectos genéticos de algunas formas de IVC como ICOS, CD19, CD21 y BAFF-R26,33,35.

Inmunodeficiencias primarias que afectan a la inmunidad innata

Enfermedad granulomatosa crónica19,20

Mediante citometría de flujo puede determinarse la producción de radicales derivados del oxígeno para el diagnóstico de las diferentes formas de enfermedad granulomatosa crónica, en las que existe una incapacidad para generar radicales libre del oxígeno, por defectos en alguno de los componentes del sistema NADPH. El llamado test de la explosión o burst de oxígeno mide la producción de estos radicales mediante citometría de flujo utilizando un colorante intracelular —la dihidrorodamina 123—, que se convierte en un colorante fluorescente al activar los granulocitos con PMA (formol-miristol-acetato). Las células de los sujetos con la enfermedad no presentan fluorescencia o está muy disminuida, a diferencia de los sujetos normales. En las madres portadoras hay 2 grupos de poblaciones celulares.

Defectos del eje interleucina-12/interferón gamma6,7

Esta vía implica los receptores del interferón gamma (INF-γ), IFN-γR1 e IFN-γR2, la IL-12 (IL12-p40) y el receptor de la IL-12 (IL-12Rb1 ). La IL-12, producida por las células dendríticas, activa los linfocitos CD4+ y células NK para que produzcan IFN-g, que, a su vez, activa los macrófagos y estimula a las células TCD4+, dando lugar a una respuesta Th1. Las alteraciones de esta vía dan lugar a infecciones por organismos intracelulares, como infecciones diseminadas por micobacterias atípicas (Mycobacterium avium sobre todo), BCG, y Salmonella spp. La ausencia de las moléculas anteriores se demuestra por CF.

El IFN-γ activa a célula CD4+ a través de la fosforilización de un activador de la transcripción llamado STAT1, que facilita la transcripción de varios genes de activación, mientras que la IL-12 activa el linfocito CD4+ por la vía de STAT4. La falta de fosforilización de STAT 1 o STAT4 demostrada por CF sugiere defectos en la vía del IFN-g y la IL-12, respectivamente.

Inmunodeficiencias con disregulación inmune

Linfohistiocitosis eritrofagocítica familiar

Hay 3 defectos genéticos conocidos que se asocian a esta IP: el déficit de perforina, la mutación en Munc-13 y la mutación de la sintaxina 11.

El déficit de perforina, que corresponde al 20-30% de los casos de esta enfermedad, puede demostrarse, por CF, mediante tinción intracelular de las células NK (CD16+/ CD57+) y linfocitos citotóxicos (CD8+).

La expresión de CD107a por las NK siguiendo a su estimulación predice los defectos de Munc-13 y sintaxina 11, y puede ser utilizada como cribado.

Síndrome linfoproliferativo autoinmune

Este síndrome se caracteriza por linfoproliferación (linfadenopatía y esplenomegalia crónicas), hipergammaglobulinemia y fenómenos autoinmunes (los más frecuentes son las citopenias)36. Se debe a defectos en las vías que conducen a la apoptosis celular, encargada de mantener la homeostasis linfocitaria. La forma más frecuente obedece a deficiencia de FAS (CD95/ APO1). Otras formas menos habituales son las mutaciones en Fas ligando (FASL) y las caspasas intracelulares 8 y 10, todas ellas implicadas en la vía de la apoptosis mediadas por FAS.

En todas estas formas es muy característico el aumento de las llamadas células T dobles negativas, que no expresan la molécula CD4 ni CD8 (células TCRab+, CD4-, CD8-). Cuando estas células suponen más de un 1,5% de los linfocitos totales o > 2,5% de los linfocitos CD3+, la posibilidad de esta enfermedad es muy alta. También por CF, mediante diversos métodos, puede evaluarse la apoptosis mediada por Fas.

Otras inmunodeficiencias primarias que se puede estudiar mediante CF

Los defectos de moléculas de adhesión tipo 1 (LAD-1) se produce por mutaciones en el gen que codifica la cadena b (CD18) de las β-integrinas leucocitarias. La ausencia de esta cadena imposibilita el transporte a la superficie celular de otras cadenas (CD11a, CD11b, CD11c) que forman parte de las β-integrinas. La disminución de expresión de la molécula CD11b en los granulocitos en reposo o estimulados, demostrada mediante CF, sirve para realizar el diagnóstico de la enfermedad, al tiempo que permite establecer grupos pronósticos, según la intensidad de la disminución.

En la tabla 3 se exponen otras IP a cuyo diagnóstico se puede llegar por CF.

Respuestas proliferativas linfocitarias a mitógenos y antígenos

Se utilizan para evaluar la función linfocitaria, provocando «in vitro» la activación y la proliferación de los linfocitos mediante diferentes moléculas, que simulan la activación natural del linfocito TH 37 (fig. 1). La función y el punto donde actúan los mitógenos, que se usan solos o en combinación con otros, se exponen en la tabla 4.

Figura 1. Activación de linfocito T helper. La célula presentadora de antígeno (APC) fagocita y elabora, digiriendo el antígeno, un pequeño péptido, que es presentado mediante los HLA-II al TCR (receptor específico del linfocito T) con sus 2 cadenas a y b, pertenecientes a la superfamilia de las inmunoglobulinas, y que está en conexión con el complejo CD3 formado, a su vez, por varias moléculas. La presentación del antígeno activa una serie de enzimas (muchas de ellas cinasas) que fosforilizan diferentes proteínas y finalmente activan a la fosfolipasa C (PLCg). Esta enzima hidroliza los fosfolípidos de la membrana (fosfatidil insositol bifosfato o PIP2 en inositol trifosfato [IP3] y diacilglicerol [DAG]). El IP3 pasa al citosol y libera Ca++ del retículo endoplásmico, aumentando la concentración citosólica del Ca++. El DAG queda en la membrana celular y estimula la fosfocinasa C (PKC) que pasa al citosol. El aumento de Ca++ citosólico y la activación de la PKC activan a su vez diferentes factores de transcripción (NF-kB, NFAT, AP1) que se traslocan al núcleo y activan la transcripción de diferentes genes, fundamentalmente los genes de la IL-2 y su receptor, cuyo resultado final es la expansión clonal específica del linfocito T helper que ha reconocido al antígeno. En la activación del linfocito T intervienen, además, otras moléculas —llamadas moléculas coestimulatorias— que potencian las reacciones anteriores. Dos de las más importantes son la B7, que aparece en la APC, y la CD28, que se expresa en el linfocito T helper y reconoce a la anterior. Estas moléculas potencian la activación del linfocito T.

Figura 1. Activación de linfocito T helper. La célula presentadora de antígeno (APC) fagocita y elabora, digiriendo el antígeno, un pequeño péptido, que es presentado mediante los HLA-II al TCR (receptor específico del linfocito T) con sus 2 cadenas a y b, pertenecientes a la superfamilia de las inmunoglobulinas, y que está en conexión con el complejo CD3 formado, a su vez, por varias moléculas. La presentación del antígeno activa una serie de enzimas (muchas de ellas cinasas) que fosforilizan diferentes proteínas y finalmente activan a la fosfolipasa C (PLCg). Esta enzima hidroliza los fosfolípidos de la membrana (fosfatidil insositol bifosfato o PIP2 en inositol trifosfato [IP3] y diacilglicerol [DAG]). El IP3 pasa al citosol y libera Ca++ del retículo endoplásmico, aumentando la concentración citosólica del Ca++. El DAG queda en la membrana celular y estimula la fosfocinasa C (PKC) que pasa al citosol. El aumento de Ca++ citosólico y la activación de la PKC activan a su vez diferentes factores de transcripción (NF-kB, NFAT, AP1) que se traslocan al núcleo y activan la transcripción de diferentes genes, fundamentalmente los genes de la IL-2 y su receptor, cuyo resultado final es la expansión clonal específica del linfocito T helper que ha reconocido al antígeno. En la activación del linfocito T intervienen, además, otras moléculas —llamadas moléculas coestimulatorias— que potencian las reacciones anteriores. Dos de las más importantes son la B7, que aparece en la APC, y la CD28, que se expresa en el linfocito T helper y reconoce a la anterior. Estas moléculas potencian la activación del linfocito T.

Tabla 4. Mitógenos y antígenos utilizados para valorar la función linfocitaria

Para estudiar la respuesta del linfocito TH a los mitógenos y antígenos, se obtienen células mononucleares de sangre periférica en heparina o EDTA, que se colocan en un medio de cultivo con nucleótidos, algunos de ellos con una base marcada, como la timidina tritiada (TT). El grado de activación o proliferación de linfocitos «in vitro» en respuesta a un estímulo (mitógeno o antígeno) se puede evaluar mediante la medida de la incorporación de la TT al ADN que se sintetiza de novo por las células en proliferación. La proliferación de las células del paciente se compara con la del control sano.

Una proliferación normal tras el uso de un mitógeno concreto implica que toda la vía de activación, desde el punto donde actúa el mitógeno hasta la síntesis de IL-2 y su receptor, que son los estadios finales de la activación y proliferación celular final, es normal. Por el contrario, una proliferación disminuida significa algún trastorno de la vía a partir del punto de actuación del mitógeno. Así, utilizando diversos mitógenos o antígenos, se puede llegar a conocer dónde se encuentra el trastorno funcional del linfocito TH.

Cribado de inmunodeficiencia primaria5

El escrutinio inicial de laboratorio de IP debe estar centrado en el paciente, dependiendo de la historia personal y familiar y de las manifestaciones clínicas (tabla 1). Después debe establecerse un protocolo paso a paso hasta llegar al diagnóstico mediante otras pruebas de CF (tablas 2 y 4), test de proliferación linfocitaria (tabla 5) y estudios de genética y biología molecular.

Tabla 5. Pruebas a realizar según el tipo de inmunodeficiencia que se sospecha

Conflicto de intereses

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.


Bibliografía recomendada

Bonilla FA, Bernstein IL, Khan DA, Ballas ZK, Chinen J, M. Frank, et al. Practice parameter for the diagnosis and management of primary immunodeficiency. Ann Allergy Asthma Immunol. 2005;94:S1-S63.

Este excelente trabajo puede ser considerado casi como libro de consulta para el diagnóstico de las inmunodeficiencias primarias (IP). Su extensión (63 páginas) viene justificada por incluir una breve descripción de todas las IP, su diagnóstico (citometría de flujo, estudios funcionales de linfocitos), el defecto genético e incluso el tratamiento. Lo más relevante: incluye varios esquemas de flujo para el diagnóstico de las diferentes IP, a través de los cuales es fácil transitar en el diagnóstico de las IP. A pesar de que es un trabajo de hace 7 años, su vigencia no ha decrecido.

O´Gorman RMC. Role of flow cytometry in the diagnosis and monitoring of primary immunodeficiency disease. Clin Lab Med. 2007;27:591-626.

El presente trabajo ofrece una excelente revisión de la importancia de la citometría de flujo en el diagnóstico de las IP, sin renunciar a una breve descripción clínica en el contexto del defecto funcional o genético. Presenta, como ejemplos, varios gráficos de CF en diferentes IP, en los que el lector interesado se puede detener para familiarizarse con la lectura de esta técnica.

De Vries for the Clinical Working Party of the European Society for immunodeficiencies. Patient-centred screening for primary immunodeficiency, a multi-stage diagnostic protocol designed for non-immunologists: 2011 update. Clin Exper Immunol. 2012;167:108-19.

Este artículo presenta el diagnóstico de las IP centrado en el paciente (según los datos de la historia personal y familiar y las manifestaciones clínicas), con varias tablas, en las que se describe paso a paso las actuaciones diagnósticas necesarias según el tipo de IP que se sospecha.

Oliveira JB, Fleisher TA. Laboratory evaluation of primary immunodeficiencies. J Allergy Clin Immunol. 2010;125:S295-305.

A primera vista, este trabajo, por su sencillez y brevedad, puede parecer insuficiente para tratar un tema tan extenso y variado como es la evaluación de las IP mediante pruebas de laboratorio. Sin embargo, contiene, de forma abreviada y perfectamente sistematizada, toda la información necesaria sobre lo que el laboratorio ofrece en el diagnóstico de las IP.

Bibliografía

1. **Bonilla FA, Bernstein IL, Khan DA, Ballas ZK, Chinen J, Frank M, et al. Practice parameter for the diagnosis and management of primary immunodeficiency. Ann Allergy Asthma Immunol. 2005;94:S1-S63.
Medline
2. **Notarangelo LD. Primary immunodeficiencies. J Allergy Clin Immunol. 2010;125: S182-94.
Medline
3. McCusker C, Warrington R. Primary immunodeficiency. Allergy Asthma Clin Immunol. 2011;7: Suppl 1:S11.
Medline
4. **Oliveira JB, Fleisher TA. Laboratory evaluation of primary immunodeficiencies. J Allergy Clin Immunol. 2010;125:S295-305.
5. **De Vries, for the Clinical Working Party of the European Society for immunodeficiencies. Patient-centred screening for primary immunodeficiency, a multi-stage diagnostic protocol designed for non-immunologists: 2011 update. Clin Exper Immunol. 2012;167:108-19.
6. Bustamante J, Zhang SY, Von Bernuth H, Abel L, Casanova JL. From infectious diseases to primary immunodeficiencies. Immunol Allergy Clin N Am. 2008;28:235-58.
7. Bousfiha A, Picard C, Boisson-Dupuis S, Zhang SY, Bustamante J, Puel A, et al. Primary immunodeficiencies of protective immunity to primary infections. Clin Immunol. 2010;135:204-9.
Medline
8. *Cunningham-Rundles C. Autoimmunity in primary immune deficiency: taking lessons from our patients. Clin Exper Immunol. 2011;164:S6-S11.cei_4388 6.11.
9. Boileau J, Mouillot G, Gérard L, Carmagnat M, Rabian C, Oksenhendler E, et al. Autoimmunity in common variable immunodeficiency: Correlation with lymphocyte phenotype in the French DEFI study. J Autoimmunity. 2011;36:25-32.
10. Chapel H, Cunningham-Rundless C. Update in understanding common variable immunodeficiency disorders (CIVDs) and the managemento of patients with these conditions. Br J Haematol. 2009;145:709-22.
Medline
11. *Goyal R, Bulua AC, Nikolov NP, Schwartzberg PL, Siegel RM. Rheumatologic and autoimmune manifestations of primary immunodeficiency disorders. Curr Opin Rheumatol. 2009;21:78-84.
Medline
12. Versky JW, Chatila TA. T-regulatoy cells in primary immune deficiencies. Curr Op Allergy Clin Immunol. 2011;11: 539-44.
13. Mouillot G, Carmagnat M, Gérard L, Garnier JL, Fieschi C, Vince N, et al. B-cell and T-cell phenotypes in CIVD patients correlate with the clinical phenotype of the disease. J Clin Immunol. 2010;30:746-55.
Medline
14. Ochs HD, Thrasher AJ. The Wiskott-Aldrich syndrome. J Allergy Clin Immunol. 2006;117:725-38.
Medline
15. Ochs HD, Filipovich AH, Veys P, Cowan MJ, Kapoor N. Wiskott-Aldrich syndrome: diagnosis, clinical and laboratory manifestations, and treatment. Biol Blood Marrow Transplant. 2009;15:84-90.
Medline
16. Ochs HD, Notarangelo LD. Structure an function of the Wiskott-Aldrich protein. Curr Opin Hematol. 2005;12:284-91.
Medline
17. Holland SM, DeLeo FR, Elloumi HD, Hsu AP, Uzel G, Brodsky N, et al. STAT3 mutations in the Hyper-IgE Syndrome. N Engl J Med. 2007;357:1608-19.
Medline
18. Zhang Q, Davis JC, Lamborn IT, Freeman AF, Jing H, Favreau AJ, et al. Combined immunodeficiency associated with DOCK8 mutations. N Engl J Med. 2009;361:2046-55.
Medline
19. Holland SM. Chronic granulomatous disease. Clin Rev Allergy Immunol. 2010;38:3-10.
Medline
20. Seger RA. Modern Management of chronic granulomatous disease. BMJ. 2008;140:255-66.
21. *Notarangelo LD. Primary immunodeficiencies (PIDs) presenting with cytopenias. Hematology. 2009;139-143.
22. Heeney MM, Zimmerman SA, Ware RE. Childhood autoimmune cytopenia secondary to unsuspected common variable immunodeficiency. J Pediatr. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2009:139-43. doi: 10.1182/asheducation-2009.1.139.
23. Pasic S. Autoimmune cytopenia in common variable immunodeficiency. J Pediatr. 2004;144:689.
Medline
24. Bader-Meunier B, Guitton C, Lorotte S. Childhood autoimmune cytopenia, common variable immunodeficiency and sarcoidosis. J Pediatr. 2004;145:861.
Medline
25. *Cunningham-Rundless C. How I treat common variable immunodeficiency Blood. 2010;116:7-15.
26. Beel K, Cotter MM, Blatny J, Bond J, Lucas G, Green F, et al. A large kindred with X-linked neutropenia with an I294T mutation of the Wiskott-Aldrich syndrome gen. Br J Haematol. 2008;144:120-6.
Medline
27. *Oliveira JB, Fleisher TA. Molecular-and flow cytometry-based diagnosis of primary immunodeficiency disorders. Curr Allergy Asthma Rep. 2010;10:460-7.
Medline
28. *Oliveira JB, Notarangelo LD, Fleisher TA. Applications of flow cytometry for the study of primary immune deficiencies. Curr Opin Allergy Clin Immunol. 2008:499-509.
29. **O´Gorman RMC. Role of flow cytometry in the diagnosis and monitoring of primary immunodeficiency disease. Clin Lab Med. 2007;27:591-626.
Medline
30. Driessen G, Van der BurG M. Primary antibody deficiencies. Eur J Pediatr. 2011;170:693-702.
Medline
31. Fried AJ, Bonilla FA. Pathogenesis, diagnosis, and management of primary antibodies deficiencies and infections. Clin Microbiol Rev. 2009;22:396-414.
Medline
32. Park MA, Li JT, Hagan JB, Maddox DE, Abraham RS. Common variable immunodeficiency: a new look at and old disease. Lancet. 2008;372:489-502.
Medline
33. Werh C, Kivioja T, Schmitt C, Ferry B, Witte T, Eren E, et al. The EURO-class trial: defining subgroups in common variable immunodeficiency. Blood. 2008;111:77-85.
Medline
34. Thiel J, Kimmig L, Salzer U, Grudzien M, Lebrecht D, Hagena T, et al. Genetic CD21 deficiency is associated with hypogammaglobulinemia. J Allergy Clin Immunol. 2012;129:801-10.
Medline
35. Oliveira JB, Bleesing JJ, Dianzani U, Fleisher TA, Jaffe ES, Lenardo MJ, et al. International Workshop lymphoproliferative syndrome (ALPS): report from the 2009 NIH International Workshop. Blood. 2010;116:35-40.
36. Doan T, Melvold R, Viselli S, Waltenbaugh C. Lymphocyte activation. En: Doan T, Melvold R, Viselli S, Waltenbaugh C, editores. Immunology. 1.ª ed. Philadelphia/Baltimore: Lippincort Williams & Wilkins;2008. p. 121-38.